腫瘍内投与マウスモデルで学ぶがん免疫療法の最前線

腫瘍内投与マウスモデルで解明するがん免疫療法の実際

局所に投与しただけなのに、手を加えていない遠隔腫瘍が消えることがあります。

腫瘍内投与マウスモデルの基本と担癌モデルの種類

腫瘍内投与（intratumoral injection）とは、薬剤・ウイルス・免疫制御物質などを腫瘍塊の中に直接注入する投与経路です。全身投与に比べて腫瘍局所での薬剤濃度を高く維持できる点が最大の利点であり、マウスを用いた前臨床試験において広く採用されています。

担癌マウスモデルには大きく分けて、①細胞株をマウス皮下に移植する同系腫瘍モデル（Syngeneic model）、②ヒト腫瘍細胞株を免疫不全マウスに移植するCDXモデル、③患者腫瘍組織を直接移植するPDX（Patient-Derived Xenograft）モデルの3種類が代表的です。それぞれに特性と用途が異なります。

同系腫瘍モデルは免疫正常のマウス（例：C57BL/6、BALB/c、C3H/HeNなど）を宿主とするため、腫瘍内投与後の免疫応答をリアルタイムで評価できます。つまり免疫療法の評価には同系モデルが基本です。一方、CDXモデルやPDXモデルはヌードマウス・NOGマウスなどの免疫不全マウスを用いるため、T細胞依存性の免疫療法評価には適していません。この点を見落としたまま免疫チェックポイント阻害薬を評価しても、正確な結果が得られないことに注意が必要です。

皮下移植の一般的な手順では、腫瘍細胞をHank's液などに懸濁し（約1×10⁶個/0.1〜0.5 mL）、23〜26G針で背部皮下に注射します。腫瘍体積が100〜200 mm³程度に達したタイミングで腫瘍内投与を開始するのが一般的なプロトコルです。腫瘍体積の計算式は「長径 × 短径² × 0.5」が広く使われており、カリパスで3日ごとに計測します。腫瘍体積が1,500 mm³を超えた時点での安楽死処置が、動物福祉の観点から推奨されています。

モデル種別	宿主マウス	免疫応答評価	主な用途
同系腫瘍モデル（Syngeneic）	免疫正常（C57BL/6等）	✅ 可能	免疫療法・チェックポイント阻害薬評価
CDXモデル	免疫不全（ヌード・NOG等）	❌ 制限あり	ヒト細胞株の薬剤感受性評価
PDXモデル	免疫不全（NOG・NSG等）	❌ 制限あり	患者腫瘍の薬剤感受性・個別化医療研究

モデル選択を誤ると、データの再現性が根本から崩れます。研究の目的が免疫機構の解明であれば、同系モデル一択と覚えておけばOKです。

参考：患者腫瘍組織移植モデル（PDX）の特性と活用法について、国立がん研究センターが詳細に解説しています。

国立がん研究センター「患者腫瘍組織移植モデル（PDX）を用いた創薬」

腫瘍内投与マウスにおける免疫応答の誘導メカニズム

腫瘍内投与が注目される理由は、単なる「局所への高濃度送達」にとどまらない点にあります。腫瘍内に物質が直接投与されると、まず自然免疫系が活性化されます。具体的には、樹状細胞やマクロファージが刺激を受けてIL-12や1型インターフェロン（IFN）などの炎症性サイトカインを産生し、それがCD8陽性T細胞などの適応免疫を活性化する連鎖反応が始まります。

さらに重要なのは、腫瘍内環境が変化することでDAMPs（Damage-associated molecular patterns）やがん特異抗原が放出され、腫瘍特異的なCTL（細胞傷害性T細胞）が誘導されることです。このCTLは全身を循環するため、腫瘍内投与した部位とは別の遠隔腫瘍にも攻撃が波及します。これが「アブスコパル効果（abscopal effect）」と呼ばれる現象の本質です。

意外ですね。腫瘍内に薬を打ったのに、離れた転移巣まで縮小するわけです。

鳥取大学の中村教授らのグループが開発したFUVAC121（がん治療用ワクシニアウイルス＋IL-12/CCL21遺伝子搭載）は、大腸癌両側移植モデルマウスにおける片側腫瘍への単回腫瘍内投与で、投与側・非投与側双方の腫瘍を完全寛解（CR）させる成果を報告しており、そのCR率は72%に達しました（2025年、*Molecular Therapy*掲載）。この数字は、単純なウイルス局所破壊効果ではなく、全身性の免疫誘導機構の力によって達成されています。

免疫チェックポイント阻害薬（抗PD-1/PD-L1抗体）との併用は、特に相乗効果が高いとされています。腫瘍内投与によって「Cold腫瘍」（免疫細胞の浸潤が少ない腫瘍）が「Hot腫瘍」に変化することで、単独では効果不十分な免疫チェックポイント阻害薬が機能するようになる、という筋書きです。これらの知見は今後の免疫療法プロトコル設計に直結するため、研究者として把握しておくべき情報です。

参考：腫瘍溶解性ウイルスによる抗腫瘍免疫活性化機序を詳述した大阪大学グループのレビュー（Drug Delivery System誌）です。

腫瘍内投与マウスにおける低用量局所投与の可能性と副作用低減効果

全身投与が標準とされてきた免疫チェックポイント阻害薬ですが、マウスモデルを用いた研究が、その常識を塗り替えつつあります。日本歯科大学新潟生命歯学部の佐久間要講師らは、C3HマウスにSq-1979口腔癌細胞株を移植した担癌モデルを使い、抗PD-1抗体の局所少量投与（Total 30 μg）と腹腔内全身通常量投与（Total 300 μg）の抗腫瘍効果を比較しました。

この背景には、局所少量投与によってGranzyme Bの発現が全身投与よりも高く誘導されるという免疫組織学的所見があります。つまり腫瘍内にCD8陽性T細胞が深部まで浸潤し、殺傷機能を発揮していた可能性が示唆されています。

この知見が臨床応用に発展すれば、免疫チェックポイント阻害薬に伴う免疫関連有害事象（irAE）の大幅な低減につながることが期待されます。irAEは現在、1型糖尿病や免疫性心筋炎など重篤な事例が報告されており、容量依存性との関連が指摘されています。局所低用量投与の戦略が確立できれば、医療費の削減（免疫チェックポイント阻害薬は年間400万円超の薬剤費が必要）と安全性の両立が可能になります。これは使えそうです。

• 🔸 抗PD-1抗体の腫瘍内投与量：全身通常量（300 μg）の1/10量（30 μg）で同等の抗腫瘍効果




• 🔸 Granzyme B発現量：局所少量投与群が全身投与群より高発現（real-time PCRで確認）




• 🔸 体重変動（副作用の指標）：両群とも測定期間内に20%以上の変動なし（忍容性を確認）




• 🔸 全生存期間（OS）：局所群・全身群ともにControl群と比較して有意な延長を確認（p < 0.001）

局所低用量が基本原則となる日が来るかもしれません。irAEリスクを踏まえた治療戦略の再考に際して、この領域の研究動向はとくに注目です。

参考：科学研究費助成事業（KAKENHI）の成果報告書として公開された原著データです（日本歯科大学）。

KAKEN「抗PD-L1抗体薬を用いた口腔癌における超選択的動脈内注入化学療法の新開発（研究成果報告書）」

腫瘍内投与マウス実験の実施手順と再現性を高めるポイント

いざ腫瘍内投与実験を設計・実施するとなると、手技の正確性とプロトコルの一貫性が再現性を大きく左右します。ここでは実際の実験フローと注意点を整理します。

① 細胞株の選定と培養

使用する細胞株はマウスと同系統（Syngeneic）であることを確認します。たとえばC3H/HeNマウスにはC3H由来の口腔扁平上皮癌細胞株Sq-1979、C57BL/6マウスにはB16F10（黒色腫）やLLC（Lewis肺癌）、BALB/cマウスにはCT26（大腸癌）や4T1（乳癌）などが対応します。移植前にフローサイトメトリーなどで標的分子（例：PD-L1）の発現を確認しておくと、薬剤評価の精度が上がります。

② 皮下移植と腫瘍形成の確認

23〜27G針を用い、腫瘍細胞懸濁液100〜200 μLをマウス背部皮下に注射します。細胞数は通常1×10⁵〜1×10⁶個で設定し、マトリゲルを混合すると生着率が向上します。腫瘍形成は1〜2週間以内に確認でき、カリパスで長径・短径を計測します。腫瘍体積が100〜150 mm³（鶏卵の10分の1以下程度の小さな塊）になった時点で薬剤投与群に群分けします。群分けは腫瘍体積を揃えることが統計的比較の前提として重要です。

群分けが実験全体の精度を決めます。

③ 腫瘍内投与の実施

腫瘍内投与は、腫瘍塊を指先で固定しながら23〜26G針を腫瘍中心部に刺入し、薬剤をゆっくり注入します。投与容量は通常50〜100 μLが一般的であり、これを超えると逆流・漏出が生じやすくなります。注射後は針を数秒保持してから引き抜くと薬液の流出を防ぐことができます。複数回投与が必要な場合は、同一部位への反復刺入による組織損傷を最小化する工夫も必要です。

④ モニタリングと終点設定

投与後は3日ごとに腫瘍体積・体重を測定し、群間を盲検で評価します。体重変動20%超・腫瘍体積2,000 mm³超・潰瘍化・歩行障害などが出現した時点を終点として安楽死処置とするのが一般的なエンドポイント設定です。データは統計解析ソフト（BellCurve for Excel、GraphPad Prismなど）でMann-Whitney U検定やlog-rank検定を用いて解析します。

• 📌 細胞数の設定：1×10⁵〜1×10⁶個（使用する細胞株と宿主系統で調整）




• 📌 投与開始タイミング：腫瘍体積が100〜150 mm³（長径8〜10 mm程度）になった時点




• 📌 腫瘍内注入量：50〜100 μL（これ以上だと漏出リスクが高まる）




• 📌 安楽死基準：腫瘍体積 2,000 mm³超 または体重比10%超の腫瘍重量




• 📌 体積計算式：長径 × 短径² × 0.5

実験手技は動画プロトコルで学ぶとイメージが定着しやすいです。JoVEなどのビデオジャーナルには腫瘍細胞移植・腫瘍内投与の手技動画が公開されており、手技習得に役立ちます。

参考：マウスの腫瘍浸潤CD8陽性T細胞の動態を評価するための腫瘍移植手技を動画で詳説しています。

JoVE「マウスにおける腫瘍浸潤CD8+ T細胞の動態を評価するための腫瘍移植」

腫瘍内投与マウスデータの臨床応用への橋渡しと今後の展望

マウスでの腫瘍内投与研究が積み上げてきたエビデンスは、今まさに臨床試験へと橋渡しされています。2015年に米国・欧州でT-VEC（Talimogene laherparepvec）が悪性黒色腫に対して腫瘍内投与療法として承認され、2021年には日本でも腫瘍溶解性ヘルペスウイルス（デリタクト注：テセルパツメブ）が悪性神経膠腫に対して条件・期限付き承認を受けました。これらはいずれも、マウスモデルでの腫瘍内投与研究が礎となっています。

ただし、マウスデータをそのまま臨床に外挿することには慎重な姿勢が求められます。まず種差の問題があります。厚生労働省（ICH見解）も指摘するように、がん組織移植に多用されるマウス系統は免疫不全であることが多く、免疫応答を調べることには適していない場合があります。また免疫正常マウスでさえ、マウス固有の免疫環境はヒトとは異なり、同じ薬剤が同じ効果を示すとは限りません。これは厳しいところですね。

一方、技術的な進歩によってこのギャップは急速に縮まっています。ヒト化マウス（Humanized mouse）の活用が代表例です。ヒトの免疫細胞を再構成したヒト化マウスを用いることで、ヒトの免疫環境に近い条件での腫瘍内投与評価が可能になりつつあります。神戸大学が2023年に報告したがん免疫療法モデルでは、免疫系ヒト化マウスを使って腫瘍内マクロファージを標的とした治療効果を検証し、ヒトへの橋渡し研究に有望なプラットフォームであることを示しました。

また、シングルセルRNAシークエンス（scRNA-seq）や空間遺伝子発現解析（Spatial transcriptomics）の登場により、腫瘍内投与後の腫瘍微小環境変化を細胞レベルで詳細に解析できるようになりました。鳥取大学のFUVAC121研究がその好例で、CD8陽性T細胞の疲弊T細胞（Tex）からエフェクターメモリーT細胞（Tem）への転換や、TCRレパトア多様性の増加を細胞単位で捉えています。結論はこうした多角的な解析が、免疫療法評価の精度を格段に高めるということです。

今後は以下のような方向性が注目されています。

• 🧪 担がんマウスへの腫瘍内投与＋免疫チェックポイント阻害薬の併用療法：抗PD-1抗体抵抗性の腫瘍を「応答性」に変える戦略（膵臓癌Pan02モデルで一部検証済み）




• 🧪 免疫制御遺伝子搭載型腫瘍溶解性ウイルス（IL-12/CCL21など）：Cold腫瘍をHot腫瘍へ変換するアプローチ




• 🧪 リンパ節局所投与との比較・組み合わせ：東北大学が2026年1月に、頭頸部がんに対するリンパ節局所投与による新たな治療戦略を報告しています




• 🧪 DNAハイドロゲルなどのDDS（薬物送達システム）との組み合わせ：腫瘍内投与の漏出・拡散を制御し、より効率的な免疫活性化を実現する研究も進展中

マウスモデルでの知見を「どこまでヒトに翻訳できるか」を常に意識しながら実験を設計することが、研究者として最も重要な視点です。腫瘍内投与研究はまさに、基礎と臨床をつなぐ架け橋として機能し続けています。

参考：鳥取大学医学部・中村貴史教授らの次世代がん治療用ワクシニアウイルスFUVAC121の研究成果プレスリリースです。両側担癌マウスモデルにおける72%のCR率データが公開されています。

鳥取大学医学部「局所療法で全身のがんに極めて高い治療効果を発揮する次世代がん治療用ワクシニアウイルスの開発に成功」